Técnicas de diagnóstico de enfermedades causadas por enteroparásitos

Dr. Raúl Tello Casanova (*)
y Blgo. Marco Canales Ramos (**)

Introducción

El objeto de esta publicación es divulgar los métodos de diagnóstico más apropiados y de fácil uso para la detección de los parásitos intestinales, los cuales pueden ser realizados por personal profesional, técnico o auxiliar.

Diagnóstico de enteroparásitos

Los métodos de diagnóstico se clasifican en: parasitológicos, porque recuperan e identifican directamente al parásito, y serológicos, por detectar la reacción inmune del hospedero contra el agente invasor (1).

A) Métodos Parasitológicos

a) Recolección y recepción de la muestra: Las heces adecuadamente rotuladas deben ser procesadas y leídas el mismo día de su evacuación.
b) Procesamiento:

(1)Características físicas: Evaluar cantidad, consistencia, aspecto (moco y/o sangre), color, olor.
(2)Parasitológico: Buscar helmintos visibles como Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, Taenia sp, Diphyllobothrium pacificum, etc.

b.2) Examen Microscópico
Detección de trofozoítos, quistes, ooquistes, larvas y/o huevos, y otros elementos (leucocitos, hematíes, hongos, fibras musculares, almidones). Este examen incluye técnicas que pueden dividirse en:

(1) Métodos Directos

1.1 Examen directo o en fresco
Detección de trofozoítos o quistes de protozoarios, y huevos o larvas de helmintos en buena cantidad.

1.1.1 Procedimiento: - Colocar 2mg de heces por separado en ambos extremos de una lámina portaobjetos. Agregar una gota de solución salina al 0.85% en uno, y una de solución yodada de D'Antoni o Lugol en el otro. Se homogenizan y colocan cubreobjetos o celofán recortado. Si hay moco o sangre, separarlos y teñirlos con azul de metileno de Loeffler para observar leucocitos y/o identificar amebas. Si la muestra es líquida, tomar la alícuota con una pipeta pasteur. - Leer al microscopio (100x, 400x) (2,3,4).

1.2 Técnica de Kato
Examen rápido para la búsqueda de huevos de helmintos. No se observan protozoarios.

1.2.1 Procedimiento:

• Colocar 100 mg de heces sobre una lámina limpia de 30x40 mm, haciendo un extendido grueso a lo largo de la misma.
• Cubrir con una tira de celofán de 22x30 mm, previamente humedecida en solución glicerinada de verde de malaquita al 3%, o colocar unas gotas de esta solución sobre el extendido y luego cubrir con celofán. Dejar en reposo por 1 hora a Tº ambiente, ó por 30 minutos a 37ºC.
• Examinar la lámina al microscopio (100x, 400x) (1,2,3).

• Homogenizar 2-5g de heces con 10-20ml de solución salina fisiológica.
• Verter la mezcla en un tubo cónico de centrífuga de 50ml de capacidad, filtrándola a través de gasa.
• Completar el volumen del tubo con más solución salina y tapar el mismo, herméticamente. Agitar y dejar reposar por 45 minutos como mínimo.
• Tomar con una pipeta dos alícuotas: una de la mitad del sedimento y otra del fondo del tubo. Colocarlas en portaobjetos diferentes y a la alícuota del fondo agregarle gotas de Lugol, luego cubrirlas con laminillas de celofán.
• Observarl al microscopio (100x, 400x) (4,5).

• Colocar 5-10 g de heces en una copa que contiene rejilla y gasa doblada.
• Verter por las paredes de la copa, solución salina a 37ºC, hasta cubrir las heces. Dejar en reposo a Tº ambiente por 30 a 45 minutos.
• Retirar rejilla y heces, absorbiendo luego con pipeta, parte del sedimento del fondo y depositándolo en una lámina excavada de Adams o en un blister.
• Observar al microscopio, con menor aumento (25x, 100x) (4,6).

• Homogenizar 4-8 g. de heces con 10-20 ml. de agua corriente filtrada.
• Trasvasar la mezcla a un recipiente de 200-300ml de capacidad, tamizándola con un colador.
• Completar el volumen con agua corriente filtrada y dejar reposar por 20 minutos.
• Decantar los 2/3 del sobrenadante y volver a completar el volumen con más agua corriente filtrada. Repetir lo mismo hasta que el sobrenadante quede limpio, a intervalos de 5 minutos.
• Verter el último sedimento a una placa petri. Observar al estereoscopio (4,8).

(3) Otros

3.1 Cultivo en agar o agar en placa
Para casos no detectados en examen de rutina y con sospecha clínica de Strongyloidiosis o controles post-tratamiento. Tener cuidado de sellar la placa, una vez introducida las heces en el centro de la misma, con cinta adhesiva o similar. Se busca, al microscopio, durante una semana, larvas o huellas de ellas dejadas en el agar (3,9).

3.2 Cultivo en carbón o Dancescu
Heces y carbón en polvo forman una mezcla homogénea, que es ubicada en el centro de una placa petri vacía. Agregar unas gotas de agua estéril y sellar la placa. Se identifican larvas de Strongyloides sp en las gotas de agua agregadas (2,10).

3.3 Coloración de Ziehl Neelsen modificado o Kinyoun
Basada en la ácido-resistencia, se emplea en el diagnóstico de coccidias intestinales (2,3).

B) Métodos Serológicos

Los métodos indirectos tienen real importancia cuando se los elige como alternativa a procedimientos invasivos en cuadros complicados extraintestinales.

Existen técnicas que detectan la presencia de inmunoglobulinas específicas antiparasitarias en el suero del paciente, cuando se percibe un conglomerado (Hemaglutinación indirecta: HAI), un precipitado (Doble difusión: DD, contrainmunoelectroforesis: CIEF) o ausencia de hemólisis (Fijación de complemento: FC). En otras se recurre a conjugados enzimáticos (Enzyme-linked immunosorbent assay: ELISA) o fluorescentes (Inmunofluorescencia directa e indirecta: IFD e IFI) para visualizar la reacción antígeno-anticuerpo. Otras más recientes caracterizan fracciones antigénicas, para luego revelar la reacción con conjugados enzimáticos (Western Blot: WB) o amplificar la señal de interés (Polimerase chain reaction: PCR) (1,2,3).

La detección de coproantígenos dará un nuevo impulso a estas pruebas. La criptosporidiosis ha sido diagnosticada empleando IFI y ELISA con sensibilidades de 80% y especificidades de 95%. Empleando PCR se mejora hasta en 100 veces (1). Para la strongyloidiosis se han empleado IFI y ELISA, con sensibilidades menores al 90%. La implementación del WB en el país mejorará su diagnóstico (1,2).

Bibliografía

1. Atías, A. Parasitología Clínica; 3º edición, Publicaciones Técnicas Mediterráneo Ltda, Chile. 1996.
2. Ash, L; Orihel, T. Parasites: A Guide to Laboratory Procedures and Identification; ASCP PRESS, Chicago, USA. 1991.
3. García, L; Bruckner, D. Diagnostic Medical Parasitology; 3rd edition, American Society of Microbiology, Washington, USA. 1993.
4. Larragán, M. Comparación de los principales métodos de diagnóstico para Enteroparásitos. Tesis de Bachiller en Medicina - U. P. Cayetano Heredia. 1993.
5. Tello, R. Empleo de una nueva técnica parasitológica rápida de sedimentación espontánea en el diagnóstico de protozoarios y helmintos. V Jornadas Científicas de la Universidad Peruana Cayetano Heredia. 1998.
6. Lumbreras, H. Aplicación de la "Técnica de Baermann modificada en copa" en el diagnóstico y control terapéutico de la Balantidiosis. Rev. Med. Per. 1961;30:21-25.
7. Tello, R. Examen de esputo empleando la Técnica de Baermann para el diagnóstico de Autoinfestación por Strongyloides stercoralis. Libro de resúmenes del Simposio Internacional "Parasitismo Intestinal en el hombre", Sociedad Peruana de Parasitología; Lima, Perú. 1988.
8. Lumbreras, H; Cantella, R; Burga, R. Acerca de un procedimiento de sedimentación rápida para investigar huevos de Fasciola hepatica en las heces, su evaluación y uso en el campo. Rev. Med. Per. 1962; 31:167-174.
9. Terashima, A; Sánchez, E; Tello, R. et al. Diagnóstico de Strongyloides stercoralis por cultivo en agar. Libro de resúmenes del XIV Congreso Latinoamericano de Parasitología; Acapulco, México. FLAP, 1999.
10. Terashima, A; Sánchez, E; Tello, R. et al. Empleo de la técnica de Dancescu para el diagnóstico de Strongyloides stercoralis. Libro de resúmenes del XIV Congreso Latinoamericano de Parasitología; Acapulco, México. FLAP, 1999.

(*) Profesor Asociado de Medicina. Jefe Docente del Laboratorio de Parasitología del Instituto de Medicina Tropical "Alexander von Humboldt", Universidad Peruana Cayetano Heredia.
(**) Investigador Asociado de los Laboratorios de Parasitología e Inmunología del Instituto de Medicina Tropical "Alexander von Humboldt", Universidad Peruana Cayetano Heredia.